1. 冷冻管应如何解冻？

        取出冷冻管后，须立即放入37°C水槽中快速解冻，轻摇冷冻管使其在1分钟内全部融化，并注意水面不可超过冷冻管盖沿，否则容易发生污染。另冷冻管由液氮桶中取出解冻时，必须注意安全，预防冷冻管爆裂。

2. 细胞冷冻管解冻培养时，是否应马上去除DMSO？

        除少数特别注明对DMSO敏感之细胞外，绝大部分细胞株（包括悬浮性细胞）在解冻之后应直接放入含有10-15ml新鲜培养基的培养瓶中，待隔天再置换新鲜培养基去除DMSO即可，可避免大部分解冻后细胞无法生长或贴附的问题。

3. 能否使用与原先培养条件不同的培养基？

        不能。每一种细胞株均有其特定的细胞培养基，若骤然使用和原先提供培养条件不同的培养基，细胞大多无法立即适应，造成细胞无法存活。

4. 能否使用与原先培养条件不同的血清种类？

        不能。血清是细胞培养上一个极为重要的营养来源，血清的种类和品质对细胞的生长会产生极大影响。来自不同物种的血清，在一些物质或分子的量或内容物上都有所不同，血清使用错误常会造成细胞无法存活。

5. 何谓FBS，FCS，CS，HS ?

        FBS (fetal bovine serum)和FCS (fetal calf serum)是相同的意思，两者都是指胎牛血清，FCS乃错误的使用字眼，请不要再使用。CS (calf serum) 则是指小牛血清。HS (horse serum) 则是指马血清。

6. 培养细胞时应使用5%或10%的CO₂？或根本没有影响？

        一般培养基中大都使用 HCO₃^-/CO₃^2-/H⁺ 作为pH的缓冲系统，而培养基中NaHCO₃的含量将决定细胞培养时应使用的CO₂浓度。当培养基中 NaHCO₃含量为每公升3.7g时，细胞培养时应使用 10%的CO₂；当培养基中 NaHCO₃为每公升1.5g时， 则应使用5%的CO₂培养细胞。

7.何时须更换培养基？

        视细胞生长密度而定，或遵照细胞株基本数据上的更换时间，按时更换培养基即可。

8.培养基中是否须添加抗生素？

        除特殊筛选系统外，一般正常培养状态下，培养基中不应添加任何抗生素。

9.附着性细胞继代时所使用之trypsin-EDTA浓度？应如何处理？

        一般使用之trypsin-EDTA浓度为0.05% trypsin-0.53mM EDTA-4Na。第一次开瓶后应立即少量分装于无菌试管中，保存于–20°C，避免反复冷冻解冻造成trypsin的活性降低，并减少污染的机会。

10.悬浮性细胞应如何传代处理？

        一般仅需持续加入新鲜培养基于原培养瓶中，稀释细胞浓度即可。若培养液太多，可将培养瓶口端稍微抬高，直到无法容纳为止。分瓶时取出一部份含细胞的培养液至另一个新的培养瓶，加入新鲜培养基稀释至适当浓度，重复前述步骤即可。

11. 如果想要将一般动物细胞离心下来，其离心速率应为多少转速？

        如果想要回收动物细胞，其离心速率一般为300xg (约1,000 rpm)，5-10分钟，过高的转速，会造成细胞死亡。

12.细胞的接种密度如何确定？

        依照细胞株基本数据上的接种密度或稀释的比例接种即可。细胞数太少或稀释的太多都是造成细胞无法生长的原因。

13.细胞冷冻培养基的成份是什么？

        动物细胞冷冻保存时最常使用的冷冻培养基是含5-10% DMSO (dimethyl sulfoxide) 和90-95%原来细胞生长用的新鲜培养基均匀混合。注意：由DMSO稀释时会放出大量热能，所以不可将DMSO直接加入细胞液中， 必须使用前先行配制完成。

14.DMSO的等级和无菌过滤的方式是什么？

        冷冻保存使用的DMSO等级，必须为细胞培养级的DMSO(如Sigma D2650)，其本身为无菌状况。第一次开瓶后应立即少量分装于无菌试管中，保存于4°C，避免反复冷冻解冻造成DMSO的裂解而释出有害物质，并可减少污染的机会。若要过滤DMSO，则须使用耐DMSO的尼龙材质滤膜。

15.冷冻保存细胞的方法？

        冷冻保存方法一：冷冻管置于4°C 30-60分钟（-20°C 30分钟），-80°C 16-18小时（或隔夜），液氮可长期储存。

        冷冻保存方法二：冷冻管置于已设定程序的可程序降温机中每分钟降1-3°C至–80°C以下，再放入液氮可长期储存。-20°C不可超过1小时，以防止冰晶过大，造成细胞大量死亡，也可跳过此步骤直接放入-80°C冰箱中，但存活率会略有降低。

16.细胞想要冷冻保存时，细胞冷冻管内应细胞浓度应该多少？

        冷冻管内细胞数目一般为每管1x10⁶ cells/ml，融合瘤细胞则以每管5x10⁶ cells/ml为宜。

 17.应如何避免细胞污染？

        细胞污染的种类可分为细菌、酵母菌、霉菌、病毒和霉浆菌等。主要的污染原因为无菌操作技术不当、操作室环境不佳、污染的血清和污染的细胞等。严格的无菌操作技术、清洁的环境、与品质良好的细胞来源和培养基配制是减低污染的最好方法。

18.如果细胞发生微生物污染时，应如何处理？

        直接灭菌后丢弃。

19.支原体（mycoplasma）污染的细胞，是否可以肉眼观察出异状？

        不能。除极有经验的专家外，大多数遭受支原体污染的细胞株， 无法以其外观分辨。

20.支原体污染会对细胞培养有何影响？

        支原体污染几乎可影响所有细胞的生长及代谢。所以进行实验前，必须确认细胞为mycoplasma-free，实验结果的数据才有意义。